сельскохозяйственная биотехнология
сельскохозяйственная биотехнология
МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА
И ПРОДОВОЛЬСТВИЯ РЕСПУБЛИКИ БЕЛАРУСЬ
ДЕПАРТАМЕНТ ОБРАЗОВАНИЯ, НАУКИ И КАДРОВ
БЕЛОРУССКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ
АКАДЕМИЯ
Кафедра сельскохозяйственной биотехнологии и экологии
СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ
биотехнОЛОГИЯ
МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ К ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧЕСКИМ ЗАНЯТИЯМ
Для студентов агрономического и агроэкологического
факультетов
Горки 1999
Одобрено методической комиссией агроэкологического факультета 21.04.99.
Составили А.В. Кильчевский, Т.В. Никонович, В.В. Французенок, В.В. Ермоленков, Е.П. Воробьева.
УДК 573.6:633/635(072)
Сельскохозяйственная биотехнология: Методические указания/ Белорусская государственная сельскохозяйственная академия; Сост А.В. К и л ь ч е в с к и й, Т.В. Н и к о н о в и ч , В.В. Ф р а н ц у з е н о к, В.В. Е р м о л е н к о в, Е.П. В о р о б ь е в а. Горки, 1999. 24 с.
Приведены методические указания к лабораторно-практическим занятиям в соответствии с программой по сельскохозяйственной биотехнологии.
Для студентов специальности 1-33 0106 – экология сельского хозяйства; специализации 1-33 01 06 01 – сельскохозяйственная радиология агроэкологического факультета
Таблиц 7 . Библиогр.12.
Рецензенты: канд. С.-х. наук А.П. Гордеева.
© Составление А.В. Кильчевский, Т.В. Никонович, В.В. Французенок, В.В. Ермоленков, Е.П. Воробьева.
.
Р а б о т а 1. изучение Методов стерилизации
при работе с культурой изолированных
клеток и тканей
Материалы и оборудование: зерновки озимой пшеницы, чашки Петри (5 шт.) с фильтровальной бумагой, стаканы химические на 100 мл (2 шт.), колба на 1 л с дистиллированной водой, растворы регуляторов роста (ТУР, 2,4-Д, АБК, ГК), пинцеты, скальпели, целлофан, ножницы, бумага фильтровальная, порошок хлорамина.
Объяснение. Одним из основных условий успешного культивирования изолированных органов, тканей, клеток и протопластов является соблюдение строгой стерильности, поскольку на искусственных питательных средах хорошо развиваются и микроорганизмы, что представляет двойную опасность. Во-первых, в результате жизнедеятельности микроорганизмов может существенно измениться состав питательных сред, во-вторых, изолированные от растения ткани, клетки и в особенности протопласты легко повреждаются микроорганизмами. Поэтому все опыты проводят в стерильных условиях. Стерилизуют ламинар-бокс, инструменты, посуду, растительный материал, питательные среды, ватные пробки и все другие материалы.
Стерилизация ламинар-бокса. Ламинар-боксы предназначены для выполнения различных работ с культурой изолированных клеток и тканей, требующих стерильности. Стерильность обеспечивается с помощью бактериальных фильтров, установленных в ламинар-боксе, через которые нагнетается воздух. За 2 часа до начала работы ламинар-бокс облучают бактерицидными ультрафиолетовыми лампами. Предварительно в ламинаре размещают спиртовую или газовую горелки, спички, фарфоровый стакан с 96%-ным спиртом и стерильной водой, а при вычленении меристем – и бинокулярную лупу. Внутреннюю поверхность ламинара, спиртовку, лупу, пробирки с питательной средой протирают 70%-ным спиртом.
Работающий должен вымыть руки с мылом, надеть стерильный халат, завязать волосы стерильной марлевой косынкой. Непосредственно перед началом работы в ламинар-боксе нужно протереть руки спиртом.
Стерилизация посуды. Вначале посуду тщательно моют с использованием детергентов, а также раствора двухромовокислого калия в серной кислоте (хромпик). Вымытую посуду ополаскивают дистиллированной водой и высушивают в сушильном шкафу. Чтобы избежать заражения простерилизованных предметов из воздуха, перед стерилизацией их заворачивают в оберточную бумагу (у стаканов и колб достаточно обернуть только горлышко).
Затем посуду помещают в сушильный шкаф и прогревают при 160оС в течение 2 часов (с момента установки нужной температуры). За это время погибают не только бактерии, но и их споры. Температура выше 175оС недопустима, так как при этом ватные пробки буреют, а бумажные обертки становятся ломкими. Еще более строгой стерилизации можно добиться в автоклаве, поскольку влажный пар (120 – 125оС) под давлением губителен для микроорганизмов и их спор. Посуду (стаканы с крышками, чашки Петри, пипетки) заворачивают в фольгу или оберточную бумагу, сверху – в целлофан; верхнюю часть градуированных пипеток закрывают ватой, каждую заворачивают в бумагу. Автоклавируют под давлением 2 атм в течение 25 – 30 минут.
Стерилизация инструментов. Предварительная стерилизация инструментов (скальпелей, пинцетов, игл и т.д.) заключается в нагревании сухим горячим жаром в сушильном шкафу в течение 2 часов при температуре 140оС. Шприцы, ножницы, пробочные сверла удобнее кипятить. Металлические предметы нельзя автоклавировать: под действием пара они ржавеют и тупятся. Непосредственно перед работой и в ее процессе инструменты (пинцеты, скальпели, микробиологические петли) еще раз стерилизуют в ламинаре, помещая их в фарфоровый стакан с 96%-ным этиловым спиртом и обжигая в пламени горелки. Стерильный инструмент используют только для одной манипуляции. Очень тонкие инструменты (иглы, кусочки лезвий) могут терять свои свойства при обжигании, поэтому их стерилизуют, погружая в спирт.
Стерилизация материалов. Вату, марлю, ватные пробки, бумажные "матрасики", фильтровальную бумагу, халаты, косынки стерилизуют в автоклаве под давлением 2 атм в течение 25 – 30 мин.
Стерилизация растительного материала. Для стерилизации семян, апексов, кусочков ткани, выделенных из различных частей растения, применяют следующие растворы: сулемы (двухлористая ртуть), диацида, пергидроля (перекись водорода), хлорамина, гипохлорита натрия или кальция.
Диацид готовят, растворяя отдельно 330 мг этанолмеркурхлорида и 660 мг цетилпиридиния хлорида в горячей воде (около 300 мл), затем их смешивают и доводят объем жидкости до 1л, добавляют несколько капель детергента “Твин-80”, хранят в плотно закрытой колбе в темноте. Перед стерилизацией ткань растения предварительно очищают. Корнеплоды, клубни, толстые стебли растений тщательно моют щеткой с мылом в теплой проточной воде, промывают дистиллированной водой и опускают на несколько секунд (семена – на 1 – 2мин) в 70%-ный этиловый спирт. Обработка тканей этанолом повышает эффект основного стерилизующего раствора. Затем растительные объекты многократно прополаскивают в стерильной воде.
Пергидроль рекомендуется использовать для фасоли, люпина, подсолнечника (с очищенной кожурой), сулему – для томатов, тыквы и др. Продолжительность стерилизации семян сулемой – 10 – 15 мин, пергидролем – 30 мин, для меристем и кусочков тканей требуется примерно в 2 раза меньше времени. Опушенные семена (хлопчатник) обрабатывают концентрированной серной кислотой в течение 5 минут.
Семена томатов, яблони, тыквы, бобов, табака ко времени созревания заключены в мясистые, деревянистые или костянковидные покровы. Поэтому здоровые, с неповрежденной поверхностью плоды этих культур достаточно тщательно промыть водой, затем - несколько раз спиртом, после чего в строго асептических условиях их разрезают. Стерильным пинцетом вынимают семена и помещают их в стерильные чашки Петри для проращивания.
Стерилизация питательных сред. Разлитые в пробирки питательные среды закрывают ватными пробками, заворачивают в целлофан и автоклавируют при температуре 120оС и давлении 1 атм в течение 20 минут.
Холодная стерилизация. Органические жидкости, не выносящие нагревания(например гиббереллины, аскорбиновая кислота, кокосовое молоко), освобождаются от бактерий при пропускании через стерильные мелкопористые бактериальные фильтры с диаметром пор 0,45 мкм.
Ход работы. Простерилизовать инструменты, посуду и растворы регуляторов роста, необходимые для проведения работ по введению в культуру in vitro зерновок озимой пшеницы.
1.Завернуть в плотную бумагу и простерилизовать в автоклаве под давлением 2 атм в течение 25 – 30 минут чашки Петри с фильтровальной бумагой, химические стаканы на 100 мл (2 шт.), бумажные "матрасики".
2.Подвергнуть предварительной стерилизации в сушильном шкафу скальпели и пинцеты. Перед помещением в сушильный шкаф завернуть их в плотную бумагу.
3.Для получения стерильной воды и растворов регуляторов роста налить их в колбы необходимого объема, закрыть ватной пробкой или фольгой, сверху – плотной бумагой. Автоклавировать при давлении 1 атм в течение 20 минут.
4.Отобрать 110 – 120 здоровых семян, промыть их водопроводной и дистиллированной водой.
5.Приготовить стерилизующий (10%-ный) раствор хлорамина путем добавления к 180 мл дистиллированной воды 20 г хлорамина, после чего на магнитной мешалке тщательно перемешать.
6.Семена погрузить в стерилизующий раствор и стерилизовать в течение 30 мин, перемешивая на магнитной мешалке. Все последующие работы выполнять в условиях ламинар-бокса.
7.Семена промыть стерильной водой три раза. В стерильную чашку Петри поместить по 20 семян озимой пшеницы, после чего чашку подписать и при помощи пипетки в нее залить 5 мл соответствующего раствора регулятора роста.
8.Чашки с семенами поместить на проращивание в термостат на 7 дней при температуре 25оС, после чего необходимо проанализировать полученные результаты.
Р а б о т а 2. ОПРЕДЕЛЕНИЕ РАЗЛИЧИЙ В СПОСОБЕ
ДЕЙСТВИЯ РЕГУЛЯТОРОВ РОСТА РАСТЕНИЙ НА
ПРОРАСТАНИЕ СЕМЯН ОЗИМОЙ ПШЕНИЦЫ
Материалы и оборудование: чашки Петри с асептически проросшими зерновками озимой пшеницы, линейки, плотная бумага.
Объяснение. Целью работы является изучение действия регуляторов роста: абсцизовая кислота (АБК), гиббереллин (ГК), 2,4-Д, ретардант хлорхолинхлорид (ТУР) – на проростание семян озимой пшеницы.
Абсцизовая кислота относится к фитогормонам ингибирующего действия. Ее присутствием определяется физиологический покой в растительных организмах. Гиббереллин – фитогормон стимулирующего действия, определяет линейный рост побегов. 2,4-Д относится к группе ауксинов. Хлорхолинхлорид относится к группе ретардантов (от англ. "укорачивать"), вызывает действие, обратное гиббереллину, которое проявляется в укорачивании побегов.
Ход работы. Семена озимой пшеницы, проросшие в асептических условиях, осматриваются, определяется их всхожесть (%), измеряется длина проростков и корней. Данные заносятся в таблицу (табл.1). Полученные результаты анализируются и делаются выводы о действии регуляторов роста на проростание зерновок озимой пшеницы.
Т а б л и ц а 1. Влияние регуляторов роста на прорастание семян озимой пшеницы
|
Вариант |
Х1 |
Х2 |
% |
Дп |
Дк |
Ср. Дп |
Ср.Дк |
|||||||||
|
Контроль |
||||||||||||||||
|
К |
||||||||||||||||
|
АБК |
||||||||||||||||
|
2,4-Д |
||||||||||||||||
|
ТУР |
||||||||||||||||
П р и м е ч а н и е. Здесь Х1 – количество проросших семян, Х2 – общее количество семян, % – всхожесть, Дп – общая длина проростков, Дк – общая длина корней, Ср.Дп – средняя длина проростков, Ср.Дк – средняя длина корней.
Р а б о т а 3. Приготовление питательных сред
для культивирования изолированных клеток
и тканей растений
Материалы и оборудование: стаканы химические на 250 мл, колбы для хранения маточных растворов, мерные пипетки, цилиндры, весы аналитические и ВЛКТ-500, электроплитка, химреактивы (табл.2).
Объяснение. Питательные среды для культивирования изолированных клеток и тканей должны включать все необходимые растениям макроэлементы: азот, фосфор, калий, кальций, серу, магний, железо; микроэлементы: бор, цинк, медь, марганец, кобальт, йод, молибден; витамины: тиамин (В1), пиридоксин (В6), никотиновая кислота (РР), а также углеводы и фитогормоны. Некоторые питательные среды включают гидролизат казеина, аминокислоты. Кроме того, в состав питательных сред входит ЭДТА (этилендиаминтетрауксусная кислота) или ее натриевая соль, которые улучшают доступность железа для клеток в широких пределах рН.
Углеводы являются незаменимыми компонентами питательных сред для культивирования изолированных клеток и тканей, так как в большинстве случаев последние не способны к автотрофному питанию. Чаще всего в качестве источника углерода используют сахарозу или глюкозу в концентрациях 20 – 40 г/л. Полисахариды, как правило, не применяются, но поскольку некоторые ткани, например опухолевые, содержат активные гидролитические ферменты (амилазу). Они могут расти на средах с растворимым крахмалом.
Гормоны необходимы для дедифференцировки клеток и индукции клеточных делений. Поэтому для получения каллусных тканей в состав питательных сред должны обязательно входить ауксины (вызывающие клеточную дедифференцировку) и цитокинины (индуцирующие деление дедифференцированных клеток). В случае индукции стеблевого морфогенеза содержание ауксинов должно быть снижено или они могут быть полностью исключены. На средах без гормонов растут опухолевые и "привыкшие" ткани. Автономность по отношению к гормонам связана со способностью этих клеток продуцировать эндогенные гормоны.
В качестве источников ауксинов в питательных средах используют 2,4-дихлорфеноксиуксусную кислоту (2,4-Д), индолилуксусную кислоту (ИУК), индолилмаслянную кислоту (ИМК), нафтилуксусную кислоту (НУК). ИУК почти в 30 раз менее активна, чем 2,4-Д. Для индукции каллуса обычно необходимы высокие концентрации ауксинов (чаще это 2,4-Д), при последующих пересадках их уменьшают.
В качестве источника цитокининов в искусственных питательных средах используют аденин, кинетин, 6-бензиламинопурин (6-БАП), зеатин, 2-ip. 6-БАП, зеатин и 2-ip по сравнению с кинетином более активны в отношении поддержания роста изолированных тканей и индукции органогенеза.
Кроме ауксинов и цитокининов, отдельные питательные среды включают гибберелловую кислоту (ГК). Присутствие ГК в среде не является обязательным, но в некоторых случаях она стимулирует рост изолированной ткани, способствует образованию более вытянутых побегов.
Для индукции первичного каллуса и реже для поддержания его роста в питательную среду иногда добавляют растительные экстракты или соки. Наибольшей ростактивирующей способностью обладает кокосовое молоко - жидкий эндосперм кокосового ореха.
Для приготовления твердых питательных сред используют агар-агар. Он представляет собой полисахарид, получаемый из морских водорослей. Наименьшее количество нежелательных примесей содержит бактериальный агар (Bacto Agar). Обычно к среде добавляют 0,5 – 0,7% агара.
С целью экономии времени растворы макросолей, микросолей, витаминов, фитогормонов готовят концентрированными, что позволяет многократно их использовать. Концентрация растворов макросолей должна быть больше необходимой в 10 – 20 раз, микросолей – в 100 – 1000 раз, витаминов – в 1000 раз. Маточные растворы хранят в холодильнике, причем для хранения витаминов и фитогормонов нужна отрицательная температура.
Для культивирования клеток, тканей и органов тех или иных растений используют питательные среды различного гормонального состава. Наиболее широко применяются среды Мурасиге-Скуга (табл.2), Уайта (табл.3), Гамборга и Эвелега (В5) ( табл.4).
Ход работы. Приготовить 100 мл питательной среды Мурасиге-Скуга (MC). Состав питательной среды приведен в табл.2.
Прежде всего необходимо приготовить маточные растворы макро-, микросолей, хелата железа (раствор FeSO и NA2 ЭДТА, необходимый для образования хелата железа следует нагреть до кипения). Полученные маточные растворы сливают в емкости с притертой пробкой (хелат железа – в темной посуде), снабжают этикеткой и хранят в холодильнике при температуре 4оС не больше месяца.
Для приготовления концентрированных растворов витаминов берут 10-кратные навески и растворяют их в 10 мл воды; 1 мл содержит порцию витаминов, необходимую для приготовления 1л питательной среды по прописи Мурасиге-Скуга. Хранят растворы во флакончиках из-под пенициллина в замороженном состоянии.
Т а б л и ц а 2. Среда Мурасиге-Скуга
|
Компоненты питательной среды, мг/л | |||
|
NH4NO3 |
1650 |
KI |
0,83 |
|
KNO3 |
1900 |
FeSO4. 7H2O |
27,8 |
|
CaCl2. 2H2O |
440 |
Na2ЭДТА. 2H2O |
37,3 |
|
MgSO4. 7H2O |
370 |
Тиамин - HCl |
0,1 |
|
KH2PO4 |
170 |
Пиридоксин HCl |
0,5 |
|
MnSO4. 4H2O |
24.1 |
Никотиновая кислота |
0,5 |
|
CoCl2. 6H2O |
0,025 |
Мезоинозит |
100 |
|
ZnSO4. 7H2O |
8,6 |
Глицин |
2,0 |
|
CuSO4. 5H2O |
0,025 |
Сахароза |
3000 |
|
Na2MoO4. 2H2O |
0,25 |
||
PH 5,6 ? 5,8 |
Т а б л и ц а 3. Среда Уайта
|
Компоненты питательной среды, мг/л | |||
|
Ca(NO3)2 |
200 |
CuSO4. 5H2O |
0,02 |
|
MgSO4 |
360 |
ZnSO4 |
1,5 |
|
Na2SO4 |
200 |
Na2MoO4. 2H2O |
0,0025 |
|
KNO3 |
80 |
KI |
0,75 |
|
KCl2 |
65 |
Пиридоксин HCl |
0,1 |
|
NaH2PO4 |
16,5 |
Тиамин - HCl |
0,1 |
|
H3BO3 |
1,5 |
Никотиновая кислота |
0,5 |
|
MnSO4 |
4,5 |
Глицин |
3,0 |
|
Fe2(SO4)3 |
2,5 |
Сахароза |
2000 |
|
PH 5,6 ?-5,8 |
Т а б л и ц а 4. Среда Гамборга и Эвелега (В5)
|
Компоненты питательной среды, мг/л | |||
|
NaH2PO4 |
150 |
Na2ЭДТА. 2H2O |
|
|
KNO3 |
1500 |
Na2MoO4. 2H2O |
0,25 |
|
(NH4)2SO4 |
134 |
KI |
0,75 |
|
MgSO4. 7H2O |
250 |
FeSO4. 7H2O |
28 |
|
CaCl2. 2H2O |
150 |
Тиамин - HCl |
10,0 |
|
H3BO3 |
3,0 |
Пиридоксин HCl |
1.0 |
|
MgSO4. 7H2O |
10,0 |
Никотиновая кислота |
1,0 |
|
CoCl2. 6H2O |
0,025 |
Мезоинозит |
100 |
|
CuSO4. 5H2O |
0,025 |
2,4-Д |
2,0 |
|
ZnSO4. 7H2O |
2,0 |
Сахароза |
2000 |
|
PH 5,8 |
Растворы фитогормонов готовят следующим образом: 1) берут по 10 или 100 мг ауксинов (2,4-Д, ИУК, ИМК, НУК) и абсцизовой кислоты (АБК), растворяют в небольшом количестве этанола; 2) цитокинины (кинетин, зеатин, 2-ip, аденин, 6-БАП) растворяют в небольшом количестве 0,5 н. НСl или КОН. Затем в растворы добавляют дистиллированную воду до объема 100 мл (1мл содержит 0,1 или 1,0 мг гормона).
На основе маточных растворов готовят питательную среду MС.
Т а б л и ц а 5. Состав питательной среды Мурасиге-Скуга
|
Компоненты среды |
Маточный раствор, г/л |
Количество маточного раствора для приготовления 1л среды, мл |
|
1 |
2 |
3 |
|
Макросоли, г/л: |
100 | |
|
KNO3 |
19,0 |
|
|
NH4NO3 |
16,5 |
|
|
KH2PO4 |
17,0 |
|
|
MgSO4.7H2O |
3,7 |
|
|
CaCl2.H2O |
4,4 |
|
|
Fe-хелат, г/л: |
5 | |
|
FeSO4. 7H2O |
5,57 |
|
|
Na2ЭДТА. 2H2O |
7,45 |
|
|
Микросоли, мг на 200 мл: |
10 | |
|
H3BO3 |
124 |
|
|
MnSO4. 4H2O |
482 |
|
|
ZnSO |
172 |
|
|
KI |
16,6 |
|
|
Na2MoO4. 2H2O |
5,0 |
|
|
CuSO4 |
0,5 |
|
|
CoCl2. 2H2O |
0,5 |
|
|
Витамины, мг на 200 мл: |
10 | |
|
Пиридоксин HCl (В6) |
10 |
|
|
Тиамин - HCl (В1) |
2 |
|
|
Никотиновая кислота (РР) |
10 |
В химический стакан емкостью 250 мл помещают 3 г сахарозы, доливают дистиллированную воду примерно до 30 мл и после растворения сахарозы добавляют 10мл маточного раствора макросолей, 1мл микросолей, 1мл витаминов, 0,5 хелата железа. Доводят в мерном цилиндре объем раствора до 100 мл. Необходимо обязательно измерить рН раствора, который устанавливают на уровне 5,6 – 5,8, используя 0,1н. КОН или 0,1%-ный раствор НСl .В предварительно нагретую среду (60 – 70оС) добавляют 0,7 грамма агара и доводят до кипения периодически помешивая.
Горячую питательную среду разливают в пробирки примерно до 1/3 объема, закрывают ватно-марлевыми пробками или алюминиевой фольгой и стерилизуют в автоклаве.
Р а б о т а 4. КУЛЬТУРА КАЛЛУСНОЙ ТКАНИ
Материалы и оборудование. Стерильное растение картофеля в пробирке, стерильный пинцет и скальпель, стерильные бумажные "матрасики", газовая горелка или спиртовка, спирт, маточные растворы для приготовления среды Мурасиге-Скуга, растворы 2,4-Д и 6-БАП (1 мг/л), чашки Петри, колбы Эрленмейера на 100 мл, мерный цилиндр, пипетки.
Объяснение. В ответ на ранение паренхимные клетки, расположенные под эпидермисом, дедифференцируются, переходят к делению и образуют недифференцируемую ткань, получившую название каллуса. Образование и рост каллуса регулируется ауксинами и цитокининами. Успех получения каллусной ткани в большой мере зависит от удачного подбора регулятора роста. В настоящее время каллусные культуры индуцируются практически из любого органа ткани или растения.
Ход работы. Работа выполняется в четырех вариантах. Различие вариантов обусловлено содержанием фитогормонов в питательных средах, приготовленных на основе среды Мурасиге-Скуга.
В каждую из четырех колб Эрленмейера на 50 мл прилить небольшое количество дистиллированной воды и следующие маточные растворы: 5 мл макросолей; 0,5 мл микросолей; 0,25 мл хелата железа; 1,0 мл витаминов; 5,0 мл мезоинозита. Затем в каждую колбу добавить 3 г сахарозы. После этого в три колбы добавляют по одному из следующих фитогормонов: 2,4-Д (1мл/л), 6-БАП (1мл/л), 2,4-Д + 6-БАП. В четвертую колбу фитогормоны не добавляют (контроль). Полученные растворы переливают в мерные цилиндры и доводят объем до 50 мл, рН – до 5,6 – 5,8, используя 0,1н. КОН. Затем добавляют агар-агар (по 0,4 г на каждый вариант среды) и в колбах автоклавируют среду.
Р а б о т а 5. ПОЛУЧЕНИЕ И КУЛЬТИВИРОВАНИЕ
КАЛЛУСА ИЗ РАЗЛИЧНЫХ ЭКСПЛАНТОВ КАРТОФЕЛЯ
Материалы и оборудование: стерильное растение картофеля в пробирке, стерильный пинцет и скальпель, стерильные бумажные "матрасики" и чашки Петри, спиртовка, спирт, стерильная питательная среда для получения и культивирования каллуса картофеля в колбе или пробирке, парафилм, ножницы, спички.
Объяснение. Каллус – это неорганизованная масса ткани, состоящая из дедифференцированных клеток. Образование и рост каллусной ткани контролируются фитогормонами из группы ауксинов и цитокининов. Под действием ауксинов и цитокининов из-за высокой интенсивности клеточных делений не происходит дифференцировка тканей, в результате чего образуется каллус. Для индукции каллусообразования используются питательные среды с высоким соотношением ауксинов к цитокининам (до 10:1).
Каллусную ткань можно получить на искусственных питательных средах, включающих фитогормоны, используя фрагменты (экспланты) самых разных частей растений: стеблей, корней, тканей клубня, листьев, зародышей и др.
Ход работы. Пробирки с растениями протереть спиртом, горлышко обжечь. Пинцетом вынуть стерильное растение из пробирки и выложить его на стерильный бумажный "матрасик". Придерживая растение пинцетом, вырезать скальпелем участки стебля длиной 5–10мм, листочки, участки корня. Надсечь экспланты острым скальпелем в нескольких местах, в которых в дальнейшем начнется каллусогенез.
Нагреть стерильную питательную среду на плитке до расплавления агара. Одновременно подготовить ламинар-бокс к работе (протереть изнутри спиртом).
Открыть колбу с питательной средой, обжечь ее горлышко над пламенем спиртовки и в стерильные чашки Петри разлить среду по 15–30мл. Чашки держать открытыми минимальное время. Дать среде застыть (10–15 минут).
Надсеченные экспланты разместить на поверхности застывшей питательной среды, чуть вдавливая их пинцетом для усиления контакта со средой. В одну чашку помещают 10–20 эксплантов. Закрыть чашку Петри и заклеить парафилмом в два слоя. Парафилм следует равномерно натягивать для предотвращения разрывов при его усыхании. Поставить чашки Петри в термостат без освещения при температуре 22–25оС и влажности 70%. Через три недели рассмотреть и зарисовать образовавшийся каллус.
Р а б о т а 6. Пассирование каллусной ткани
на свежую питательную среду
Материалы и оборудование: культура каллусной ткани, чашки Петри со стерильной агаризованной средой, стерильные пинцеты, стерильные скальпели, спиртовая горелка, спички, стерильные чашки Петри, 96%-ный спирт.
Объяснение. Кривая роста каллусной ткани носит S-образный характер. Она состоит из следующих фаз: начальной лаг-фазы, фазы логарифмического роста, во время которой идет активное деление клеток, фазы замедленного роста, стационарной фазы и фазы деградации. Для того чтобы сохранить способность к делению и дальнейшему росту, кусочек каллусной ткани переносят на свежую питательную среду. Этот прием поддержания клеточных делений носит название пассирования каллусных тканей. Пассировать каллусную ткань можно неограниченное число раз. Однако при многократном его повторении возможно "привыкание", которое выражается в приобретении автономности по отношению к экзогенным гормонам и утрате или значительному ослаблению способности каллусных клеток к регенерации целого растения.
Ход работы. Перенести, соблюдая строгую стерильность, каллус в стерильную чашку Петри. Отделить некротизированные участки и кусочки старой агаризованной среды. Затем каллусную ткань разделить на равные части и асептически перенести в чашки Петри со стерильной питательной средой. Чашки Петри поместить в термостат с температурой 25оС и влажностью 60% на 3–4 недели. В конце этого срока пронаблюдать и зарисовать каллусную ткань.
Р а б о т а 7. КУЛЬТИВИРОВАНИЕ ИЗОЛИРОВАННЫХ
ЗАРОДЫШЕЙ (ЭМБРИОКУЛЬТУРА) ОЗИМОЙ РЖИ
Материалы и оборудование: набухшие зерновки озимой ржи (замачиваются в воде в течение 24 ч до проведения работ), проавтоклавированные пробирки с питательной средой Мурасиге-Скуга, стерильные бумажные "матрасики", хлорамин, дистиллированная вода, стерильный стаканчик, скальпель, пинцеты.
Объяснение. Эмбриокультура представляет собой культуру изолированных зиготических зародышей и имеет ряд достоинств:
1) получение клонов растений-перекрестноопылителей с эффект системой самонесовместимости. В дальнейшем часть растений клона можно хранить при низкой температуре (0+2оС), а часть испытывать на общую комбинационную способность с перспективой создания синтетических популяций;
2) преодоление постгамной (после оплодотворения) несовместимости, проявляющейся как несовместимость зародыша и эндосперма при отдаленной гибридизации;
3) устранение влияния эндосперма на проявление генетических потенций зародыша.
Ход работы. Приготовить на магнитной мешалке 3%-ный раствор хлорамина. В раствор поместить набухшие зерновки ржи. Время стерилизации - 30 минут при постоянном перемешивании.
Последующие манипуляции проводить в условиях ламинар-бокса. Семена промыть 3 раза в автоклавированной дистиллированной воде в стерильном стаканчике.
На стерильных "матрасиках", придерживая зерновку, вычленяют зародыш, надавливая скальпелем в зоне щитка. После этого зародыш необходимо поместить в пробирку с питательной средой. Пробирки с эксплантами поместить в культуральную комнату.
Через 7, 14, 21 день отметить количество регенерировавших зародышей.
Р а б о т а 8. Вычленение и культивирование
апикальных меристем картофеля
Материалы и оборудование: клубни картофеля, бинокулярная лупа, скальпели, препаровальные иглы, лезвия, зажатые в держатели, пробирки со стерильной средой.
Объяснение. Культура изолированных апикальных меристем используется для получения свободного от вирусов посадочного материала. Метод основан на том, что апикальная меристема, представляющая собой конус активно делящихся клеток высотой 0,1мм (100мкм) и шириной 0,25 мм, обычно свободна от вирусов. Поскольку меристему бывает трудно вычленить без повреждения, часто ее отделяют с 1-2 листовыми примордиями (апексы размером 100 – 250 мкм). Для повышения эффективности оздоровления картофеля применяют сочетание метода верхушечной меристемы с термо- и химиотерапией. Тепловая обработка вызывает инактивацию вирусов, химические вещества ингибируют их развитие. Выращенные из апикальных меристем безвирусные растения могут быть размножены и высажены в теплицы для получения безвирусных клубней. Для ускоренного размножения оздоровленного материала используются также микроклубни, образовавшиеся на безвирусных растениях in vitro.
Ход работы. Клубни картофеля хранят при температуре 4 – 6оС, затем проращивают в темноте в течение 30 – 45 дней при 20 – 22оС. Работы по вычленению проводят в простерилизованном с помощью бактерицидных ламп ламинар-боксе. Рабочее место (стол, бинокулярная лупа) и штативы с пробирками протирают спиртом. Инструменты (пинцеты, скальпели, иглы) стерилизуют перед каждым вычленением, погружая в спирт, с последующим обжиганием.
Ростки картофеля опустить в химический стакан и залить на 3 – 5 мин 5%-ным раствором гипохлорита кальция или натрия. Затем не менее 3 раз промыть их стерильной водой, поместить в стерильную чашку Петри и добавить несколько капель автоклавированной воды для предупреждения подсыхания. Перед вычленением с помощью препаровальной иглы под бинокулярным микроскопом с верхушки ростка удалить покровные листочки, последовательно обнажая меристему с примордиальными листочками. Меристему размером 100 – 250 мкм отделить тонкой иглой, зажатой в цанговый держатель. Вычленить можно как верхушечную, так и боковые меристемы. Каждую операцию проводят отдельным простерилизованным инструментом. Меристему на острие иглы перенести на поверхность питательной среды в пробирку. Пробирку закрыть пробкой над пламенем горелки и поставить в штатив. Штатив с пробирками поместить в культуральную комнату.
В качестве питательной среды используют модифицированную питательную среду МС, заранее приготовленную и простерилизованную в автоклаве при давлении 1 атм. в течение 20 мин.
Через 2,3,4 недели последовательно пронаблюдать за развитием из меристем побега.
Т а б л и ц а 6. Модифицированная питательная среда Мурасиге-Скуга (МС)
для культивирования апикальных меристем картофеля
|
Компоненты питательной среды, мг/л | |||
|
Минеральные компоненты |
МС* |
ГК |
|
|
Сахароза |
20000 |
Никотиновая кислота |
2 |
|
Глюкоза |
20000 |
Фолиевая кислота |
0,5 |
|
Гидролизат казеина |
10000 |
Кинетин |
0,5 |
|
Мезо-инозит |
100 |
Пантотенат Са |
10 |
|
Тиамин |
1 |
Рибофловин |
0,5 |
|
Пиридоксин |
1 |
Биотин |
1 |
|
Аденин |
40 |
Активированный уголь |
10000 |
|
Витамин В12 |
0,015 |
Агар-агар |
7000 |
|
РН 5,7-5,8 |
*- по прописи Мурасиге-Скуга
Р а б о т а 9. клональное Микроразмножение
картофеля черенкованием побегов
Материалы и оборудование: пробирочные растения картофеля, пробирки со стерильной питательной средой МС, стерильные скальпели, пинцеты, чашки Петри, бумажные "матрасики".
Объяснение. Одним из наиболее распространенных способов размножения картофеля является черенкование в пробирочной культуре. Для этого растение разрезают на части. Черенки пересаживают в пробирки с питательной средой МС. Размножение черенкованием основано на подавлении апикального доминирования и активации путем удаления верхушечного побега пазушных меристем, из которых при помещении на питательную среду развивается побег. Черенкование проводят с интервалом 14 – 21 день. Из одного растения получают 5–8 черенков, за 2–3 месяца количество растений составит 3–5 тысяч растений, а за 7 месяцев – 30 – 40 тысяч.
Ход работы. Пробирочное растение картофеля вынуть в ламинаре из пробирки, поместить в чашку Петри, разрезать на части (отрезок стебля с листом и пазушной почкой), часть стебля над листом при этом должна быть в 2–3 раза меньше, чем часть ниже листа. Необходимо соблюдать строгую стерильность. Черенки высадить на питательную среду МС в пробирки. Для предотвращения попадания микроорганизмов в пробирку обжечь горлышко пробирки и ватную пробку в пламени спиртовки. Пробирки с черенками поставить в культуральную комнату. Наблюдать за развитием побега через 7 и 14 дней.
Р а б о т а 10. МИКРОРАЗМНОЖЕНИЕ ПЛОДОВЫХ,
ЯГОДНЫХ И ДЕКОРАТИВНЫХ РАСТЕНИЙ
Материалы и оборудование: однолетние побеги плодовых или декоративных культур, гипохлорит кальция, твин-20, стерильная вода и стаканчики, стерильные бумажные "матрасики", магнитная мешалка, ламинар и оборудование, необходимое для работы со стерильной культурой, питательные среды в пробирках.
Объяснение. Клональное микроразмножение – это разновидность вегетативного размножения, осуществляемого в культуре in vitro. В настоящее время большое число видов растений выращивается in vitro по следующим соображениям:
- для поддержания и размножения небольшого числа ценных генотипов;
- для ускоренного размножения новых ценных сортов плодовых и декоративных культур;
- для получения большого количества оздоровленного посадочного материала;
- для быстрого размножения некоторых гетерозиготных садовых форм, обычно размножаемых семенами;
- для получения из клонированных родительских форм семян гибридов F1.
Клональное микроразмножение включает в себя следующие этапы:
1) введение в культуру in vitro;
2) пролиферация побегов или собственно микроразмножение;
3) укоренение и акклиматизация побегов in vivo.
Ход работы. С маточных растений заготавливаются активно растущие побеги длиной 5 – 10 см и переносятся в лабораторию. Все листья удаляются. Для стерилизации используется 3 – 9 %-ный (в зависимости от чистоты материала) раствор гипохлорита кальция. Для лучшего смачивания тканей экспланта стерилизующим раствором следует использовать детергент Твин-20 (1капля на каждые 50 мл).
В 200 – 250 мл стерилизующего раствора помещаются экспланты и перемешиваются на магнитной мешалке в течение 20 – 30 минут. В условиях ламинар-бокса экспланты отмываются в стерильной воде 3 – 4 раза для удаления остатков антисептика. С помощью пинцета экспланты по 2 – 5 шт. помещаются на стерильные бумажные "матрасики", после чего с помощью скальпеля удаляются 0,5 – 1,0 см поврежденной ткани. Побеги разрезаются на экспланты длиной 2 – 4 см и помещаются на питательную среду. Для культивирования на первом этапе микроразмножения используются только пробирки, поскольку в этом случае удается избежать перезаражения эксплантов. Культивирование эксплантов осуществляется в культуральной комнате при длине дня 16 часов, освещенности 1 – 6000 люкс, температуре 25 – 270С в течение 3 – 4 недель. После окончания культивирования инфицированные экспланты удаляются, оставшиеся используются для переноса на второй этап. Как правило, после прохождения первого этапа из пазушных почек и непосредственно из каллуса, который часто образуется в нижней части экспланта, формируются пазушные и придаточные (адвентивные) побеги, которые используются как экспланты для переноса на второй этап. Культивирование на втором этапе осуществляется в банках или колбах объемом 300 – 500 мл. В течение культивирования на втором этапе (6 – 8 недель) экспланты формируют новые побеги, которые, в свою очередь, могут быть использованы для размножения (пересадка на второй или последующие пассажи) или для укоренения.
Укоренение микропобегов осуществляется на питательной среде с ауксинами. Для укоренения используются микропобеги длиной 2 см и более, которые помещаются вертикально на агаризованную питательную среду. В течение 3 – 4 недель в нижней части микропобегов формируется каллус, из которого образуются первичные корешки. Акклиматизация микрорастений осуществляется в смеси торфа (рН 5.5 – 6.0) с песком или перлитом в соотношении 3:1 с использованием туманообразующей установки или в теплице. В случае появления очагов инфекции на растениях или субстрате следует произвести обработку раствором фунгицида. После прохождения периода акклиматизации и укоренения in vivo (3 – 4 недели) микрорастения пикируются в горшки с субстратом и доращиваются в пленочной теплице до реализации или высадки в открытый грунт.
В отдельных случаях укоренение микропобегов может осуществляться в не стерильных условиях. В качестве вещества, индуцирующего ризогенез, используется ростовая пудра на основе ИУК или ИМК. Микропобеги размером 2 см и более отделяются друг от друга и помещаются в емкость с водой для предотвращения подсыхания. Затем нижний конец каждого обрабатывается ростовой пудрой и побеги помещаются в субстрат для укоренения. Укоренение происходит через 2-3 недели, если температура поддерживается в пределах 25 – 27о, освещенность – 2000 – 3000 люкс, а поверхность листочков постоянно смачивается водой. Через 8-10 недель после постановки на укоренение микрорастения готовы для пикировки.
Таблица 7. Составы питательных сред.
|
№ п/п |
Компаненты |
Объемы смеси, мл | |||||||
|
1000 |
500 |
200 |
100 | ||||||
|
Для микроразмножения герберы | |||||||||
|
1 |
Макросоли MC |
100 мл |
50 мл |
20 мл |
10 мл | ||||
|
2 |
Микросоли МC |
10 мл |
5 мл |
2 мл |
1 мл | ||||
|
3 |
Fe-хелат |
5 мл |
2,5 мл |
1 мл |
0,5 мл | ||||
|
4 |
Витамины |
10 мл |
5 мл |
2 мл |
1 мл | ||||
|
5 |
Мезоинозит |
100 мл |
50 мл |
20 мл |
10 мл | ||||
|
6 |
Аденин |
20 мл |
10 мл |
4 мл |
2 мл | ||||
|
7 |
Кинетин |
3 мл |
1,5 мл |
0,6 мл |
0,3 мл | ||||
|
8 |
ИУК |
0,1 мл |
0,05 мл |
0,02 мл |
0,01 мл | ||||
|
9 |
Сахароза |
30 г |
15 г |
6 г |
3 г | ||||
|
10 |
рН |
5,8 |
5,8 |
5,8 |
5,8 | ||||
|
11 |
Агар |
7 г |
3,5 г |
1,4 г |
0,7 г | ||||
|
Для микроразмножения фикуса Бенджамина | |||||||||
|
1 |
Макросоли MC |
100 мл |
50 мл |
20 мл |
10 мл | ||||
|
2 |
Микросоли MC |
10 мл |
5 мл |
2 мл |
1 мл | ||||
|
3 |
Fe-хелат |
5 мл |
2,5 мл |
1 мл. |
0,5 мл | ||||
|
4 |
Витамины |
10 мл |
5 мл |
2 мл |
1 мл | ||||
|
5 |
Мезоинозит |
100 мл |
50 мл |
20 мл |
10 мл | ||||
|
6 |
2 ip |
5 мл |
2,5 мл |
1 мл |
0,5 мл | ||||
|
7 |
Сахароза |
30 г |
15 г |
6 г |
3 г | ||||
|
8 |
рН |
5,6 |
5,6 |
5,6 |
5,6 | ||||
|
9 |
Агар |
7 г |
3,5 г |
1,4 г |
0,7 г | ||||
|
Для микроразмножения лилий | |||||||||
|
1 |
Макросоли MC |
100 мл. |
50 мл. |
20 мл. |
10 мл. | ||||
|
2 |
Микросоли MC |
10 мл. |
5 мл. |
2 мл. |
1 мл. | ||||
|
3 |
Fe-хелат |
5 мл. |
2,5 мл. |
1 мл. |
0,5 мл. | ||||
|
4 |
Витамины |
10 мл. |
5 мл. |
2 мл. |
1 мл. | ||||
|
5 |
Мезоинозит |
100 мл. |
50 мл. |
20 мл. |
10 мл. | ||||
|
6 |
НУК |
0,5 мл. |
0,25 мл. |
0,1 мл. |
0,05 мл. | ||||
|
7 |
Сахароза |
60 г. |
30 г. |
12 г. |
6 г. | ||||
|
8 |
рН |
5,8 |
5,8 |
5,8 |
5,8 | ||||
|
9 |
Агар |
7 г. |
3,5 г. |
1,4 г. |
0,7 г. | ||||
Работа 11. Получение и культивирование
зернового мицелия вешенки обыкновенной
Материалы и оборудование: стерильный маточный мицелий ве-шенки обыкновенной, стерильные колбы на 500 мл, зерно злаков (овес, пшеница, рожь, ячмень), мел, весы, автоклав, электрическая плитка, ламинар-бокс, стерильные пинцет и скальпель.
Объяснение. Для того чтобы вырастить грибы в искусственных условиях, субстрат необходимо заинокулировать (заразить) мицелием. Зерновой мицелий представляет собой мицелий, выращиваемый стерильно на специально приготовленном зерне хлебных злаков. От качества мицелия, представляющего собой посевной материал для производства грибов, зависит их последующий выход. Поэтому мицелий должен соответствовать ряду основных требований: иметь высокую жизнеспособность; устойчивость к болезням и вредителям, принадлежать к отселектированному штамму (сорту), обладающему высокой урожайностью, хорошими товарными качествами и пр.
По сортовым качествам мицелий классифицируется на три категории: споровый, маточный, коммерческий.
споровый мицелий получается из спор, заготавливаемых из плодовых тел, соответствующих требованиям данного штамма. Культивируется на агазированной питательной среде с отваром зерна хлебных злаков.
Маточный мицелий получается путем инокуляции стерильного зернового субстрата споровым мицелием.
Коммерческий мицелий используется, как правило, для инокуляции субстрата на основе соломы для выращивания товарных грибов. Получается путем инокуляции стерильного зернового субстрата маточным мицелием в соотношении 1:(15–20).
Ход работы. Зерно хлебных злаков (0.5литра) отваривается в небольшом количестве воды в течение 15–30 мин, после чего вода сливается. Горячее зерно высыпается на поверхность стола, разравнивается тонким слоем для просыхания. Затем зерно засыпается в колбы на 0,5 л на 2/3 от полного объема, туда же добавляется мел в количестве 0,7 г (для оптимизации кислотности зернового субстрата). Колбы закрываются и слегка встряхиваются для перемешивания зерна и мела. Стерилизация осуществляется в автоклаве при температуре 125оС в течение 30 мин. После охлаждения, колбы переносятся в ламинар-бокс, где производится инокуляция зернового субстрата маточным мицелием. Расход маточного мицелия 1:(15–20). После инокуляции и в процессе культивирования колбы периодически встряхиваются для равномерного распределения инокулята по всему объему зерна и ставят на зарастание (культивирование) в термостат. Культивирование осуществляется в течение 10–15 дней при температуре 25оС до полного зарастания зернового субстрата. После зарастания коммерческий мицелий используется для инокуляции соломистых субстратов с целью получения товарных грибов.
Литература
1. А р т а м о н о в В.И. Биотехнология – агропромышленному комплексу. М.: Наука, 1989. 160 с.
2. Биотехнология растений: культура клеток / Перевод с анг. В.И. Негрука. М.: Агропромиздат, 1989. 280 с.
3. Биотехнология. Учебное пособие для вузов. В 8 кн. / Под ред. Н.С. Егорова, В.Н. Самуилова. Кн. 1: Проблемы и перспективы. М.: Высшая школа, 1987. 159 с.
4. Биотехнология. Учебное пособие для вузов. В 8 кн. / Под ред. Н.С. Егорова, В.Н. Самуилова. Кн. 3: Клеточная инженерия М.: Высшая школа, 1987. 127 с.
5. Б у т е н к о Р.Г. Культура клеток растений и биотехнология. М.: Наука, 1986.
6. Г л е б а Ю.Ю., С ы т н и к К.М. Клеточная инженерия растений, Киев: Наук. думка. 1984.
7. К а р т е л ь Н.А. Биоинженерия: методы и возможности. Мн.: Ураджай, 1989. 143с.
8. К а р т е л ь Н.А., Л о б а н о к Е.В., Ф о м и ч ё в а В.В. Фитогормоны и фитопатогенность бактерий. Мн: Навука i тэхнiка, 1994. 110 с.
9. П о л е в о й В.В. Физиология растений: Учебник для биотехнологических специальностей вузов. М.: Высшая школа, 1989. 464 с.
10. Сельскохозяйственная биотехнология / В.С. Шевелуха, С.В. Дегтярёв, Г.М. Артамонова и др. М.: Изд-во МСХА, 1995. 310 с.
11. Основы химической регуляции роста и продуктивности растений / Муромцев Г.С., Чкаников Д.И., Кулаева О.Н., Гамбург К.З. М.: Агропромиздат, 1987. 383 с.
12. Х р и п а ч В.А., Ж а б и н с к и й В.Н., Л а х в и ч Ф.А. Брассиностероиды. Мн.: Навука i тэхнiка, 1993. 287 с.
СОДЕРЖАНИЕ
стр.
Работа 1. Изучение методов стерилизации при работе с культурой изолированных клеток и тканей. . . . . . . . . . . 3
Работа 2. Определение различий в способе действия регуляторов роста растений на прорастание семян озимой пшеницы. . . . . . 6
Работа 3. Приготовление питательных сред для культивирования изолирован-ных клеток и тканей растений. . . . . . . . . 7
Работа 4. Культура каллусной ткани. . . . . . . . . . . . .............................................................. 12
Работа 5. Получение и культивирование каллуса из различных эксплантов картофеля. . . . . . . . . . . . . . . 12
Работа 6. Пассирование каллусной ткани на свежую питательную среду. 14
Работа 7. Культивирование изолированных зародышей (эмбриокультура) ози-мой ржи. . . . . . . . . . . . . . 14
Работа 8. Вычленение и культивирование апикальных меристем картофеля. 15
Работа 9. Клональное микроразмножение картофеля черенкованием побегов 17
Работа 10. Микроразмножение плодовых, ягодных и декоративных растений 18
Работа 11. Получение и культивирование зернового мицелия вешенки обыкновенной. . . . . . . . . . . . . 21
Литература. . . . . . . . . . . . . . . . .......................................................... 23
У ч е б н о – м е т о д и ч е с к о е и з д а н и е
К о л л е к т и в с о с т а в и т е л е й
СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ БИОТЕХНОЛОГИЯ
Методические указания к лабораторно-практическим занятиям
Редактор Е.Г. Бутова
Техн. редактор Н.К. Шапрунова
Корректор Е.В. Ковалева
Подписано в печать .
Формат 60х841/16. Бумага для множительных аппаратов.
Печать ризографическая. Гарнитура "Таймс".
Усл. печ. л. 1,39. Уч. – изд. л. 1,30.
Тираж 100 экз. Заказ Цена 320 руб.
Редакционно-издательский отдел БСХА
213410, г. Горки Могилевской обл., ул. Студенческая, 2
Отпечатано на ризографе лаборатории множительных аппаратов БСХА
г. Горки, ул. Мичурина, 5
Перепечатка материалов без ссылки на наш сайт запрещена